ÁGAR CHOCOLATE
PRINCÍPIO
- Meio de Ágar Chocolate é amplamente utilizado para o cultivo de microrganismos exigentes, embora cresçam neste meio quase todos os tipos de microrganismos.
- À base do meio, é adicionado sangue de cavalo, carneiro ou coelho em temperatura alta, o que faz com que as hemácias lisem, liberando hemina e hematina, compostos fundamentais para o crescimento dos microrganismos exigentes.
Observação: se utilizar sangue de carneiro ou coelho no lugar do sangue de cavalo, adicionar os suplementos a base de NAD (coenzima I) e cisteína após resfriar a base achocolatada à aproximadamente 50ºC.
UTILIDADE
- Crescimento de microrganismos exigentes Haemophilus spp., Neisseria spp., Branhamella catarrhalis e Moraxella spp.
FÓRMULA / PRODUTO
- Meios comerciais: BHI Ágar *, Columbia Ágar Base, Blood Ágar Base, Mueller Hinton Ágar.
- Sangue de cavalo, carneiro ou coelho desfibrinado.
- Recomenda-se o uso da base de BHI Ágar, por apresentar melhor crescimento das cepas exigentes, principalmente cepas de Haemophilus spp.
PROCEDIMENTOS
- Pesar e hidratar o meio conforme instruções do fabricante;
- Esterilizar em autoclave;
- Esfriar a base à temperatura de aproximadamente 80ºC;
- Adicionar 5 ml de sangue desfibrinado de cavalo para cada 100 ml de base;
- Homogeneizar bem até lisar totalmente as hemácias e o meio apresentar uma cor castanho escuro (chocolate);
- Distribuir em placas de Petri de 90 mm de diâmetro.
CONTROLE DE QUALIDADE
- Crescimento bom a excelente: Haemophilus influenzae ATCC 10211.
CONSERVAÇÃO E VALIDADE
- Conservar de 4 a 10°C por 4 meses.
INOCULAÇÃO
- Estriar a superfície do meio, usando a técnica de semeadura para isolamento;
- Incubar a 35ºC por 24 horas.
INTERPRETAÇÃO
- Cor original do meio: castanho escuro (chocolate).
- Colônias de tamanho pequeno a médio, com pigmento amarelo: sugestivo de Neisseria spp, Branhamella catarrhalis ou Moraxella spp.
- Colônias pequenas e delicadas, com pigmento creme claro: sugestivo de Haemophilus spp.
RECOMENDAÇÕES
- Lembrar que é um meio rico e crescem vários tipos de microrganismos.
- Fazer esfregaço de todas as colônias suspeitas e corar pela técnica de Gram, para confirmar se trata-se ou não de Neisseria spp., Branhamella catarrhalis ou Moraxella spp. (cocos Gram negativos reniformes) ou Haemophilus spp. (bacilos Gram negativos delicados e pleomérficos).
- Não usar sangue de cavalo vencido.
- Por ser um meio rico, o crescimento a partir de materiais biológicos em geral costuma ser abundante.
- Sempre que necessário, isolar a colônia em estudo para os procedimentos de identificação, para não correr o risco de trabalhar com cepas misturadas.
ÁGAR SALMONELLA-SHIGELLA (SS)
PRINCÍPIO
- Ágar SS possue componentes (sais de bile, verde brilhante e citrato de sódio) que inibem microrganismos Gram positivos.
- A incorporação de lactose ao meio permite diferenciar se o microrganismo é lactose positiva (bactérias que fermentam a lactose produzem ácido que na presença do indicador vermelho neutro resultando na formação de colônias de cor rosa), e bactérias que não fermentam a lactose formam colônias transparentes.
- Tissulfato de sódio e o citrato férrico permitem a detecção de H²S evidenciado por formação de colônias de cor negra no centro.
UTILIDADE
- Selecionar e isolar espécies de Salmonella e Shigella, em amostras de fezes, alimentos e água.
FÓRMULA / PRODUTO
- Meio comercial: Ágar SS.
PROCEDIMENTOS
- Pesar e hidratar o meio conforme instruções do fabricante;
- Aquecer o meio até fundir o ágar;
- Não autoclavar;
- Resfriar até 50°C e distribuir 20 a 25 ml em placas de Petri 90 mm estéreis;
- Deixar em temperatura ambiente até resfriar;
- Embalar as placas com plástico PVC transparente e guardar em geladeira de 4 a 8°C.
CONTROLE DE QUALIDADE
- Positivo: Salmonella typhimurium ATCC 14028.
- Negativo: Staphylococcus aureus ATCC 25923.
INOCULAÇÃO
- Inocular as placas e incubar por 18 a 24 horas;
- Se negativo após 24 horas, reincubar por mais 24 horas.
INTERPRETAÇÃO
- Cor original do meio: vermelho alaranjado.
- Colônias com centro negro (H²S) ou colônias incolores: suspeita de Salmonella.
- Colônias incolores: suspeita de Shigella spp.
- Colônias cor de rosa ou vermelho: suspeita de Escherichia coli ou Klebsiella spp.
- As bactérias não fermentadoras de lactose são incolores.
- As bactérias fermentadoras de lactose aparecem na cor rosa.
CONSERVAÇÃO E VALIDADE
- Conservar embalado de 4 a 8°C por 3 meses.
RECOMENDAÇÕES
- Ausência de crescimento ou crescimento escasso, reincubar a placa mais 24 horas.
- Não autoclavar, pois a alta temperatura degrada o açúcar contido no meio.
ÁGAR MAC CONKEY
PRINCÍPIO
- O cristal violeta inibe o crescimento de microrganismos Gram positivos especialmente enterococos e estafilococos.
- A concentração de sais de bile é relativamente baixa em comparação com outros meios, por isso não é tão seletivo para Gram negativos como, por exemplo, o ágar SS.
UTILIDADE
- Isolar bacilos Gram negativos (enterobactérias e não fermentadores) e verificar a fermentação ou não da lactose.
FÓRMULA /PRODUTO
- Meio comercial: Ágar MacConkey.
PROCEDIMENTOS
- Pesar e hidratar o meio conforme instruções do fabricante;
- Aquecer sob agitação até fundir o ágar completamente;
- Esterilizar em autoclave;
- Resfriar até 50°C e distribuir 20 a 25 ml em placas de Petri 90 mm estéreis;
- Deixar em temperatura ambiente até resfriar;
- Embalar as placas com plástico PVC transparente e guardar em geladeira de 4 a 8°C.
CONTROLE DE QUALIDADE
- Positivo: Proteus mirabilis ATCC 12453 (não fermentador de lactose).
- Positivo: Escherichia coli ATCC 25922 (fermentador de lactose).
- Negativo: Staphylococcus aureus ATCC 25923.
INOCULAÇÃO
- Inocular as placas e incubar por 18 a 24 horas;
- Se negativo após 24 horas, reincubar por mais 24 horas.
INTERPRETAÇÃO
- Cor original do meio: rosa avermelhado.
- Crescimento de bacilos Gram negativos.
- Colônias cor de rosa: fermentadoras de lactose.
- Colônias incolores: não fermentadoras de lactose.
- Não há crescimento de cocos Gram positivos.
CONSERVAÇÃO E VALIDADE
- Conservar as placas embaladas de 4 a 8°C por até 3 meses.
ÁGAR SANGUE
PRINCÍPIO
- O meio de Ágar sangue, usando uma base rica como abaixo descrita, oferece ótimas condições de crescimento a maioria dos microrganismos. A conservação dos eritrócitos íntegros favorecem a formação de halos de hemólise nítidos, úteis para a diferenciação de Streptococcus spp. e Staphylococcus spp.
UTILIDADE
- Usado para o isolamento de microrganismos não fastidiosos.
- Verificação de hemólise dos Streptococcus spp. e Staphylococcus spp.
- Usado na prova de satelitismo (para identificação presuntiva de Haemophilus spp.).
FÓRMULA / PRODUTO
- Meio comercial: Blood Ágar Base, Columbia Ágar Base, BHI Ágar, Mueller Hinton Ágar;
- Sangue desfibrinado de carneiro ou coelho:
- 5 ml para cada 100 ml de meio base.
- pH: 6,8 +/- 0,2
PROCEDIMENTOS
- Pesar e hidratar o meio conforme instruções do fabricante;
- Esterilizar em autoclave;
- Esfriar a base à +/- 50ºC;
- Adicionar 5 ml de sangue desfibrinado de carneiro para cada 100 ml de base;
- Homogeneizar delicadamente para não formar bolhas;
- Distribuir em placas de Petri de 90 mm de diâmetro.
CONTROLE DE QUALIDADE
- Hemólise beta hemolítica: Streptococcus pyogenes ATCC 19615 ou Staphylococcus aureus ATCC 25923.
- Hemólise alfa hemolítica: Streptococcus do grupo viridans ou Streptococcus pneumoniae ATCC 6305.
- Hemólise gama (sem hemólise): Enterococcus faecalis ATCC 29212 ou Staphylococcus epidermidis ATCC 12228.
CONSERVAÇÃO E VALIDADE
- Conservar de 4 a 10°C por 4 meses.
INOCULAÇÃO
- Estriar a superfície do meio, usando a técnica de semeadura para isolamento;
- No final da semeadura, picar o meio com a alça para verificar hemólise em profundidade;
- Incubar à 35ºC 24 horas.
INTERPRETAÇÃO
- Cor original do meio: vermelho.
- Beta hemólise: presença de halo transparente ao redor das colônias semeadas (lise total dos eritrócitos).
- Alfa hemólise: presença de halo esverdeado ao redor das colônias semeadas (lise parcial dos eritrócitos).
- Gama hemólise (sem hemólise): ausência de halo ao redor das colônias (eritrócitos permanecem íntegros).
RECOMENDAÇÕES
- Não usar sangue de carneiro vencido, pois o meio fica hemolisado ou com cor muito escura, dificultando o estudo de hemólise;
- Não usar sangue humano, pois alguns microrganismos não apresentam hemólise;
- Não adicionar o sangue na base do meio quente, pois as hemácias rompem-se, dificultando o estude de hemólise;
- Por ser um meio rico, o crescimento a partir de materiais biológicos em geral costuma ser abundante, sempre que necessário, isolar a colônia em estudo para os procedimentos de identificação, para não correr o risco de trabalhar com cepas misturadas.
ÁGAR SABOURAUD
PRINCÍPIO
- Meio com nutrientes que favorece o crescimento de diversos fungos leve duriformes e filamentosos.
UTILIDADE
- Cultivo e crescimento de espécies de Candidas e fungos filamentosos, particularmente associados a infecções superficiais.
- Caracterização macroscópica do fungo filamentoso (colônia gigante).
FÓRMULA / PRODUTO
- Meio comercial: Sabouraud Dextrose Ágar.
PROCEDIMENTOS
- Pesar e hidratar o meio conforme instruções do fabricante;
- Esterilizar em autoclave;
- Resfriar à +/- 50ºC e distribuir em placas de 90 mm de diâmetro ou 4 ml por tubo;
- Se distribuir em tubos, deixar solidificar com inclinação em forma de bico de flauta (ângulo de 45º).
- pH: 5,6 +/- 0,1
CONTROLE DE QUALIDADE
- Crescimento bom a excelente: Candida albicans ATCC 10231, Aspergillus niger ATCC 16404.
CONSERVAÇÃO E VALIDADE
- Conservar embalado de 4 a 8°C por até 6 meses.
INOCULAÇÃO
- Inocular sempre dois tubos ou placas;
- Se em placa: semear com a técnica de semeadura quantitativa;
- Se em tubo: semear na superfície inclinada do meio;
- Incubar um dos meios semeados em temperatura ambiente e o outro à 37ºC;
- Observar diariamente a presença ou não de crescimento;
- Incubar 40 dias.
INTERPRETAÇÃO
- Cor original do meio: amarelo claro opalescente.
- Após o crescimento, deve-se seguir a identificação do microrganismo que cresceu.
RECOMENDAÇÕES
- Recomenda-se o uso de meios em tubos, pois a incubação demorada resseca com facilidade o
- meio contido em placas.
- Não usar meios vencidos e/ou ressecados.
- Para suspeitas de Histoplamasma capsulatum e Paracoccidioides brasiliensis, semear em BHI ágar.
ÁGAR NUTRIENTE
PRINCÍPIO
- O Nutriente Ágar é um meio relativamente simples, de fácil preparação e barato, muito usado nos procedimentos do laboratório de Microbiologia.
- nutriente ágar tem várias aplicações no laboratório de Microbiologia, e pode ser utilizado para análise de água, alimentos e leite como meio para cultivo preliminar das amostras submetidas à exames bacteriológicos e isolamento de organismos para culturas puras.
- uso mais freqüente é para a conservação e manutenção de culturas em temperatura ambiente neste ágar, como método opcional para os laboratórios que não dispõem do método da crioconservação (congelamento das cepas em freezer à - 70ºC).
- Usado para observar esporulação de espécies de bacilos Gram positivos.
- Produto: Nutriente Ágar
- Fórmula:
- Extrato de carne 3 g
- Peptona 5 g
- Ágar ágar 15 g
- Água destilada 1000 ml
- pH: 6,8 +/- 0,2
- Pesar e hidratar os componentes;
- Fundir;
- Distribuir 3 ml por tubo;
- Esterilizar em autoclave;
- Após retirar da autoclave, inclinar os tubos ainda quentes para que solidifiquem com a superfície em forma de "bico de flauta" (ângulo de 45º).
- Crescimento bom a excelente:
- Escherichia coli ATCC 25922
- Streptococcus pneumoniae ATCC 6305
- Conservar embalado de 4 a 8°C por até 3 meses.
- Estriar a superfície inclinada do meio;
- Incubar.
- Cor original do meio: branco opalescente
- Positivo: Crescimento na superfície do ágar;
- Negativo: Ausência de crescimento.
- Usar tubos com tampa de rosca para evitar ressecamento do ágar.
- Repicar as cepas conservadas a cada 3 meses.
- Conservar as cepas após o crescimento no meio em temperatura ambiente.
- Por ser um meio nutritivo, a ausência de crescimento não deverá ocorrer.
ÁGAR CLED
PRINCÍPIO
- Usado para isolamento e quantificação de microrganismos presentes em amostras urina. A deficiência de eletrólitos inibe o véu de cepas de Proteus.
- Isolar e quantificar microrganismos Gram positivos, Gram negativos e leveduras.
- Meio comercial: Ágar Cled.
- Pesar e hidratar o meio conforme instruções do fabricante;
- Esterilizar em autoclave;
- Resfriar à +/- 50°C e distribuir de 20 a 25 ml em placas de Petri 90 mm estéreis;
- Deixar em temperatura ambiente até resfriar.
- Positivo:
- Lactose positiva: Escherichia coli ATCC 25922: crescimento moderado a denso, colônias médias ou grandes amareladas, após 48 horas de incubação.
- Lactose negativa: Proteus vulgaris ATCC 8427: crescimento moderado a denso, colônias azuis translúcidas.
- Negativo: ausência de crescimento
- Verificar técnica de semeadura quantitativa.
- Cor original do meio: azul claro.
- Colônias lactose positiva: cor amarela.
- Colônias lactose negativa: cor azul.
- Escherichia coli: colônias opacas, amarelas com ligeira cor amarelo escuro no centro, com cerca de 1,25 mm de diâmetro, as não fermentadoras de lactose colônias azuis
- Espécies de Klebsiella: colônias muito mucosas, cor variável de amarelo a branco azulado
- Espécies de Proteus: colônias azul translúcidas, geralmente menor que E.coli
- Espécies de Salmonella: colônias planas, cor azul
- Enterococcus faecalis: colônias amarelas, com cerca de 0,5 mm de diâmetro
- Staphylococcus aureus: colônias amarelas, com cerca de 0,75 mm de diâmetro
- Staphylococcus coagulase negativa: colônias amarelo palha e brancas
- Corynebacterium: colônias pequenas e cinza
- Lactobacilos: colônias pequenas e com superfície rugosa
- Pseudomonas aeruginosa: colônias verdes, com superfície prateada e periferia rugosa
- Conservar embalado de 4 a 8°C por até 3 meses.
- Organismos que fermentam lactose baixam o pH e mudam a cor do meio de verde para amarelo, podendo assim verificar se o microrganismo é lactose negativa ou positiva;
- Espécies de Shigella não crescem em meios deficientes em eletrólitos.
CALDO BHI – BRAIN HEART INFUSION
PRINCÍPIO
- É um meio derivado de nutrientes de cérebro e coração, peptona e dextrose.
- A peptona e a infusão são fontes de nitrogênio, carbono, enxofre e vitaminas.
- A dextose é um carboidrato que os microrganismos utilizam para fermentação.
- Meio para cultivo de estreptococcos, pneumococos, meningococos, enterobactérias, não fermentadores, leveduras e fungos.
- Pode ser utilizado na preparação do inóculo para teste de susceptibilidade aos antimicrobianos, para realização de teste de coagulase em tubo, para teste de crescimento bacteriano a 42 e 44°C e para teste de motilidade em lâmina.
- Meio comercial: Caldo BHI (infusão de cérebro e coração).
- Pesar e hidratar o meio conforme instruções do fabricante;
- Distribuir 3,0 ml em tubos com tampa de rosca;
- Esterilizar em autoclave;
- Retirar os tubos da autoclave e deixar esfriar em temperatura ambiente.
- Positivo: Streptococcus pneumoniae ATCC 6305 e Candida albicans ATCC 10231.
- Negativo: meio sem inocular.
- Com o auxílio de uma alça ou fio bacteriológico, inocular a colônia ou o material a ser testado - realizar o teste com colônias puras de 18 a 24 horas;
- Incubar a 35°C ±2 por 24 a 48 horas;
- Para isolamento de fungos incubar por até 5 dias.
- Cor original do meio: amarelo claro, límpido.
- Positivo: presença de turvação = crescimento bacteriano.
- Negativo: ausência de turvação.
- Conservar de 4 a 10°C por 6 meses.
- Para cultivo de anaeróbios, acrescentar 0,1% de ágar.
- Para crescimento de Haemophilus e outros fastidiosos é necessário adição de suplementos a base de L-cisteína, NAD (fator V) e hemina (fator X).
LÖWENSTEIN JENSEN
PRINCÍPIO
- A base do meio é constituída por ovos integrais, o que permite amplo crescimento das micobactérias e o crescimento é satisfatório para o teste de niacina (que é positivo para Mycobacterium tuberculosis).
- Isolamento primário das micobactérias.
- Meio comercial: Meio TB para Bacilos de Koch Seg. Löwenstein Jensen ou Löwenstein Medium Base
- Ovos de galinha frescos
- Fosfato monopotássico 1,2 g
- Sulfato de magnésio 0,12 g
- Citrato de magnésio 0,3 g
- L-asparagina 1,8 g
- Fécula de batata 15,0 g
- Glicerol 6,0 ml
- Ovos totais 500 ml
- Solução de Verde de malaquita a 2% 10 ml
- Verde de malaquita 2 g
- Água destilada 100 ml
Preparação dos ovos:
- Escovar os ovos, um a um, com escova de cerdas macias;
- Deixar os ovos submersos em água e detergente comum, durante 30 minutos;
- Enxaguar com água corrente cuidadosamente um a um;
- Deixar os ovos submersos em álcool etílico a 70% durante 30 minutos;
- Retirar os ovos cuidadosamente e secar com pano estéril;
- Reservar os ovos.
- Pesar o verde de malaquita e adicionar a água;
- Homogeneizar bem até dissolver o corante;
- Esterilizar em vapor fluente durante 30 minutos;
- Reservar a solução.
- Pesar e hidratar o meio conforme instruções do fabricante;
- Adicionar o glicerol e aquecer o meio, agitando constantemente até ferver;
- Esterilizar em autoclave;
- Resfriar a base à 45 - 50ºC;
- Quebrar os ovos, um a um, cuidadosamente em copo de béquer estéril e transferir, um a um, para uma proveta estéril de 500 ml;
- Completar a proveta com ovos até completar 500 ml;
- Transferir os ovos para um copo de liqüidificador estéril - se não tiver liqüidificador próprio para laboratório, transferir os ovos para um balão de 1000 ml contendo pérolas de vidro de tamanho médio, ambos estéreis;
- Homogeneizar os ovos;
- Passar os ovos para o balão que contém a base fria, filtrando em funil e gaze estéril;
- Adicionar o verde de malaquita;
- Homogeneizar bem;
- Deixar repousar durante 30 minutos para as bolhas da superfície estourarem;
- Distribuir 10 a 12 ml por tubo de rosca estéril;
- Colocar os tubos no coagulador inclinados com a superfície em forma de bico de flauta (ângulo de 45º) durante 50 minutos a 85ºC - se não tiver coagulador, pode-se coagular os ovos em banho de areia à 85ºC colocado em estufa de esterilização, também por 50 minutos, tendo o cuidado de verificar a temperatura constantemente.
- Diluir a L-asparagina em pouca água e dissolver aquecendo lentamente no bico de Bunsen;
- Acrescentar os demais componentes, exceto os ovos e o verde de malaquita;
- Esterilizar em autoclave;
- Seguir os passos 4 ao 14 listados acima.
- Esterilização: colocar todos os tubos em estufa;
- Crescimento bom a excelente:
- Mycobacterium tuberculosis ATCC 25618
- Mycobacterium avium ATCC 25291
- Conservar entre 4 a 8ºC por 3 meses.
- Para materiais biológicos de sítios contaminados, fazer descontaminação prévia pelas técnicas desejadas (Petroff, NALC, Lauril sulfato de sódio, Corper & Stoner modificado);
- Semear 5 gotas ou mais, cobrindo bem a superfície do meio;
- Manter os tubos inclinados com a tampa semi aberta até secar bem o inóculo;
- Depois de seco o inóculo, rosquear os tubos e incubar 60 dias à 35ºC;
- Semanalmente, abrir as tampas próximo ao bico de Bunsen para ventilar os cultivos e observar a presença ou não de crescimento.
- Cor original do meio: verde claro
- Positivo: Crescimento de colônias amarelas
- Negativo: ausência de crescimento.
- Como é um meio rico em proteínas, bactérias proteolíticas contaminam o meio, liqüefazendo-o, para isto, deve-se fazer uma leitura com 24 horas de incubação para tirar as culturas que possam ter contaminado;
- Não usar ovos velhos;
- Não quebrar mais que um ovo por vez, pois pode ter algum estragado e contaminar os demais;
- Manter sempre mais que um béquer estéril para o caso de haver algum ovo estragado;
- Não liberar culturas negativas com tempo inferior a 60 dias de incubação, pois as micobactérias
- desenvolvem-se lentamente;
- Fazer um esfregaço do crescimento e corar pela técnica de Ziehl para confirmar ser um Bacilo Álcool Ácido Resistente, pois alguns contaminantes podem crescer com pigmento amarelo.
BRILLIANT GREEN AGAR
UTILIZAÇÃO PRETENDIDA
- O agar verde Brilliant Green Agar é um meio altamente selectivo, usado para o isolamento de outras salmonelas que não as S. Typhi, existentes nas fezes e noutros materiais.
PRINCIPIO E EXPLICAÇÃO DO PROCEDIMENTO
Método microbiológico
- O uso do agar verde brilhante para o isolamento das salmonelas foi descrito pela primeira vez por Kristensen et al. Mais tarde, Kauffmann modificou o meio. Verificou-se que o meio permitia a inoculação de inóculos pesados em contextos clínicos e não clínicos. Este facto é mencionado na Farmacopeia dos Estados Unidos da América para o teste de limite microbiano, bem como na Farmacopeia Europeia, e é utilizado na análise de produtos lácteos e em manuais de microbiologia clínica.
- No agar verde Brilliant Green Agar o extracto de levedura e duas peptonas fornecem os nutrientes; a lactose e a sacarose, juntamente com o vermelho de fenol, fornecem um sistema de diferenciação que exclui os fermentadores da lactose e/ou sacarose (ex: E. Coli), enquanto que as salmonelas não produzem ácido a partir destes açúcares. O agar Brilliant Green é o agente selectivo que inibe a flora de acompanhamento.
REAGENTES
Fórmula* por Litro de Água Purificada
Brilliant Green Agar
- Extracto de levedura 3,0 g
- Bacto Proteose Peptone (peptona proteose) 10,0
- Lactose 10,0
- Sacarose 10,0
- Cloreto de sódio 5,0
- Vermelho de fenol 0,08
- Agar 20,0
- Brilliant Green 12,5 mg
pH 6,9 ± 0,2
*Ajustada e/ou suplementada conforme necessário para cumprir os critérios do desempenho.
PRECAUÇÕES
- Apenas para uso profissional .
- Não utilizar as placas que apresentem sinais de contaminação microbiana, descoloração, secura, fissuras ou outros sinais de deterioração.
- Consultar as INSTRUÇÕES GERAIS DE UTILIZAÇÃO para informação sobre os procedimentos de manuseamento asséptico, os riscos biológicos e os procedimentos de eliminação do produto usado.
ARMAZENAMENTO E PRAZO DE VALIDADE
- Após recepção das placas, conservar no escuro a uma temperatura entre 2 e 8°C, dentro do invólucro original até ao momento da utilização. Evitar congelar e aquecer excessivamente. As placas podem ser inoculadas até ao prazo de validade (ver a etiqueta da embalagem) e incubadas durante o tempo de incubação recomendado.
- As placas são fornecidas em pilhas de 10 placas e, quando uma destas pilhas é aberta, as respectivas placas terão de ser utilizadas no prazo máximo de uma semana, se forem conservadas em local limpo a uma temperatura entre 2 e 8°C.
CONTROLO DE QUALIDADE PELO UTILIZADOR
- Inocular amostras representativas com as seguintes estirpes (para mais detalhes, consultar as INSTRUÇÕES GERAIS DE UTILIZAÇÃO). Incubar as placas em condições aeróbias, a uma temperatura de 35 a 37°C, durante 18 a 48 horas.
PROCEDIMENTO
Materiais fornecidos
- BD Brilliant Green Agar (placas Stacker de 90 mm). Microbiologicamente controlados.
Materiais não fornecidos
- Meios de cultura auxiliares, reagentes e equipamento de laboratório conforme necessário.
Tipos de amostra
- Amostras de fezes de doentes com suspeita de estarem infectados com Salmonela (ver também CARACTERÍSTICAS DE DESEMPENHO E LIMITAÇÕES DO PROCEDIMENTO), ou materiais de animais ou alimentares.
Procedimento do teste
- Espalhar a amostra directamente ou inocular o meio com uma pequena quantidade de crescimento de um meio de enriquecimento líquido, como o Tetrationato. Devem ser incluídos, também, um ou dois meios menos selectivos, especialmente quando a população existente no material é baixa. Espalhar para diluição e incubar as placas em condições de aerobiose, a uma temperatura de 35 a 37°C, durante 42 a 48 horas. Ler as placas após 18 a 24 horas e após 42 a 48 horas.
Resultados
A aparência típica dos organismos existentes no agar verde BD Brilliant Green Agar é a seguinte:
CARACTERÍSTICAS DE DESEMPENHO E LIMITAÇÕES DO PROCEDIMENTO
- O agar verde BD Brilliant Green Agar é um meio altamente selectivo, usado para o isolamento de salmonelas e que permite o isolamento destes organismos mesmo em materiais fortemente contaminados, incluindo as fezes.
- Devem ser inoculados com a amostra / material meios menos selectivos para o isolamento de Salmonelas e também uma placa de agar MacConkey.
- Embora algumas estirpes cresçam, o agar BD Brilliant Green Agar não é apropriado para o isolamento de Salmonella Typhi e S. Paratyphi.
- Embora possam ser realizados alguns testes de diagnóstico directamente neste meio, é necessária a realização de testes bioquímicos e serológicos para uma completa identificação.
